AGAN0212 REALIZACIÓN DE PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ANIMALES PARA INVESTIGACIÓN Y OTROS FINES CIENTÍFICOS

En el ámbito de la familia profesional Agraria es necesario conocer los aspectos fundamentales en Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos. Así, con el presente curso del área profesional Ganadería se pretende aportar los conocimientos necesarios para conocer los principales aspectos en Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos.

1. MÓDULO 1. MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANEJO Y MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN.

1. Reconocimiento del comportamiento natural de las especies animales ante la manipulación.
2. Aplicación de técnicas y uso de equipos de sujeción.
3. Manejo de jaulas especiales para sujeción de animales. Características y funcionamiento.
4. Técnicas de inmovilización manual de animales.
5. Aplicación de métodos de sedación: tipos y características.
6. Cumplimentado del libro de registro de entradas, salidas e incidencias de animales. Estructura y contenidos.
7. Uso de las herramientas informáticas de gestión de colonias de animales.

UNIDAD DIDÁCTICA 2. TRANSPORTE DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN.

1. Reconocimiento de la documentación de acompañamiento durante el transporte.
2. Utilización de contenedores: tipos e identificación.
3. Valoración de los requisitos de espacio por animal.
4. Cuidados, nutrición e hidratación durante el transporte: tipos de alimento.
5. Cuidados en la recepción de animales. Estrés del transporte.
6. Control de los animales procedentes de otros centros: cuarentenas, documentación requerida previamente a la llegada de animales.

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PREPARACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN PARA SER UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES.

1. Técnicas de socialización de los animales.
2. Aplicación de los mecanismos de sujeción de los animales manuales y mecánicos.
3. Aplicación de los métodos de eutanasia: objetivos, indicaciones, métodos aceptados.
4. MÓDULO 2. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ANIMALES

UNIDAD FORMATIVA 1. INVESTIGACIÓN CON ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. UTILIZACIÓN DE ANIMALES COMO MODELOS EXPERIMENTALES

1. Justificación de experimentación con animales de laboratorio:
2. – Referencias históricas, momentos y personajes claves en la utilización de animales como modelos experimentales
3. – Logros conseguidos en las ciencias biomédicas
4. – Búsqueda de otras alternativas. Razones científicas y éticas
5. Principio de las 3Rs:
6. – Reducción
7. – Refinamiento
8. – Reemplazo
9. Clasificación de los métodos alternativos:
10. – Modelos computerizados de predicción «in silico»
11. – Uso de organismos inferiores.
12. – Uso de huevos
13. – Métodos «in Vitro»
14. – Otros
15. Aspectos éticos y normativos de los cuidados proporcionados a los animales de experimentación.
16. – Transformación, limitación y percepción social
17. – Actitud del investigador frente al animal como sujeto
18. – Reconocimiento del animal como reactivo biológico
19. – Obtención de animales biológicamente estandarizados
20. Normativa sobre protección de animales utilizados para experimentación y otros fines científicos: seguridad, administración, transporte, recepción, aprovisionamiento de animales y eliminación de los cadáveres.
21. – Control social de la investigación
22. – Legislación Nacional y Europea
23. – Aspectos básicos de legislación
24. – Objetivo de la legislación
25. Normativa sobre: acreditación, elaboración y cumplimiento de los procedimientos de los laboratorios de ensayos clínicos.
26. – Seguimiento de Protocolos Normalizados de Procedimientos
27. Prevención de riesgos laborales en los procedimientos experimentales con animales:
28. – Niveles de bioseguridad
29. – Técnicas y prácticas de laboratorio
30. – Equipos de seguridad biológica.
31. Análisis de signos y comportamiento animal anómalos que interfieran en los procedimientos.
32. – Detección del dolor, signos de sufrimiento y angustia de animales de experimentación, siguiendo Protocolos Normalizados de revisión
33. – Conocimiento del aspecto normal de las distintas especies animales
34. – Pautas de observación del animal: Aspecto exterior, sonidos, movimientos, comportamiento y relación social
35. – Observación de la jaula o habitáculo, del lecho, cantidad de comida y agua ingerida, etc.
36. – Determinación cualitativa de la alteración de parámetros fisiológicos: pérdida o aumento de peso, ritmo de la respiración, temperatura, etc.

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ADMINISTRACIÓN DE SUSTANCIAS EN LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

1. Administración de sustancias:
2. – Soluciones a administrar, principales solventes.
3. – Características de las soluciones, concentración, osmolaridad y pH.
4. Clasificación de las vías de administración de sustancias:
5. – Enteral
6. – Parenteral
7. – Tópica
8. – Inhalatoria
9. Factores para la elección de la vía:
10. – Velocidad de absorción de sustancias
11. – Tolerancia
12. – Facilidad de su administración según recursos materiales y humanos
13. Relación de material existente en el mercado:
14. – Jeringas, conexiones, catéteres y sondas
15. – Agujas: tipos y escala de medición
16. – Bombas de infusión mecánicas y electrónicas
17. – Bombas de infusión osmótica o volumétricas
18. – Pomadas y geles
19. – Vaporizadores y nebulizadores
20. Selección del material necesario para la administración de sustancias en función de:
21. – Sustancia a administrar.
22. – Volumen
23. – Especie animal
24. – Vía de inoculación
25. Volumen máximo de inyección según:
26. – Especie animal
27. – Vía de administración
28. Inmovilización de los animales para la administración de sustancias.
29. – Manejo e inmovilización minimizando estrés
30. – Material de inmovilización
31. Administración crónica de sustancias.
32. – Sistemas de infusión continua: anclados y ambulatorios

UNIDAD DIDÁCTICA 3. OBTENCIÓN DE FLUIDOS Y TEJIDOS CORPORALES DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

1. Extracción de sangre:
2. – Volumen máximo de extracción, según vía y especie animal
3. – Técnica de recogida de sangre
4. Métodos de extracción de sangre, ventajas e inconvenientes:
5. – Exanguinación
6. – Decapitación
7. – Del corazón
8. – De venas
9. – De arterias
10. – Métodos no recomendados de venopunción
11. – Obtención repetida de sangre: Cateterización
12. Formas de obtención de otros fluidos corporales:
13. – Heces y orina: jaulas metabólicas o sondas
14. – Líquido cefalorraquídeo
15. – Bilis
16. – Linfa.
17. – Líquido ascítico
18. Realización de eutanasia
19. – Definición y aspectos relacionados
20. – Métodos de eutanasia adecuados según la especie y la experimentación
21. – Identificación de equipos, instrumental y Materiales necesarios
22. Asistencia a una necropsia:
23. – Técnicas de necropsia siguiendo procedimientos establecidos
24. – Preparación del instrumental y material necesarios
25. – Recogida de muestras
26. – Registro de datos
27. Conocimiento de la normativa de:
28. – Protección frente a agentes químicos, biológicos y radiológicos
29. – Tratamiento y eliminación de residuos
30. Acciones para una correcta gestión de residuos:
31. – Segregación (recogida selectiva).
32. – Transporte y almacenamiento en la instalación
33. – Tratamiento previo a la eliminación
34. – Eliminación del residuo en la instalación productora o gestor autorizado

UNIDAD DIDÁCTICA 4. REGISTRO DE DATOS DE INVESTIGACIÓN EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL

1. Monitorización: determinación y registro de variables fisiológicas
2. – Exploración clínica: observación palpación y auscultación
3. – Uso de equipos: Métodos invasivos y no invasivos
4. Análisis de los resultados obtenidos en un procedimiento experimental
5. – Uso de programas informáticos específicos para el procedimiento experimental.
6. – Análisis estadístico en función del tipo de parámetro
7. Registro de tratamientos o de administración de sustancias y de obtención de muestras.
8. – Establecimiento previo al procedimiento del sistema de recogida de datos
9. – Características de un registro de datos: escrito o automatizado, duradero (copias de seguridad), completo, accesible, hojas específicas o bases de datos debidamente confeccionadas según datos, normalizados, establecer responsable de la conservación del archivo, etc.
10. Clasificación de los sistemas de instrumentación según sus objetivos:
11. – De adquisición de la información
12. – Diagnósticos
13. – De evaluación
14. – De monitorización y control
15. Identificación de los componentes del sistema global animal-instrumento:
16. – Animal: diferentes generadores de señales
17. – Estímulos: Visuales, acústicos, táctiles, eléctricos, etc.
18. – Transductor: sensibilidad, linealidad, respuesta en frecuencias (lineal, integrador y diferenciador) y rendimiento
19. – Equipo de tratamiento o procesado de una señal
20. – Equipo de presentación, lectura o registro: registros mecánicos o electrónicos
21. – Equipo de control automático de los estímulos, de los transductores, etc.
22. Problemas y soluciones en la medición de la actividad de los seres vivos:
23. – Inaccesibilidad de las variables
24. – Variabilidad de los datos
25. – Interrelaciones entre variables
26. – Interacción entre órganos y sistemas
27. – Efecto del transductor sobre la medición a realizar
28. – Artefactos en las medidas
29. – Limitaciones de la energía
30. Utilización de transductores para la medida de las principales variables biológicas:
31. – Temperatura
32. – Fuerza, desplazamiento, velocidad y aceleración
33. – Presión sanguínea
34. – Volumen y presión respiratoria
35. – Flujo en gases
36. – Flujo en líquidos
37. Medición de señales biológicas por biotelemetría:
38. – Objetivo
39. – Ventajas
40. – Componentes de un sistema de biotelemetría
41. Utilización de procedimientos no quirúrgicos con equipos específicos de estudio o medida de variables:
42. – Diagnóstico por imagen.
43. – Telemetría
44. – Estudios de comportamiento
45. – Pletismografía
46. – Otros métodos no invasivos

UNIDAD FORMATIVA 2. ANESTESIA Y ANALGESIA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. ANESTESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

1. Anestesia: Definición y objetivos.
2. Componentes de la anestesia general y su influencia en los resultados experimentales:
3. – Hipnosis o sueño
4. – Analgesia o ausencia de dolor
5. – Relajación muscular
6. – Bloqueo de la actividad refleja
7. – Anestésico ideal
8. Elección de la técnica anestésica en función de:
9. – La especie animal
10. – Estado del animal y objetivo de la investigación
11. – Tipo de procedimiento
12. – Duración del procedimiento
13. – Experiencia del técnico y equipo disponible
14. Establecimiento de las fases de una técnica anestésica:
15. – Ayuno
16. – Preanestesia. Tranquilizantes y anticolinérgicos.
17. – Anestesia. Inducción y mantenimiento anestésicos
18. – Postanestesia
19. Administración de anestésicos inyectables:
20. – Fármacos y dosis de los mismos
21. – Vías y modo de administración
22. Administración de anestésicos inhalatorios:
23. – Equipamiento
24. – Tipos de anestésicos inhalatorios
25. – Eliminación de gases anestésicos.
26. Medidas de soporte durante la anestesia:
27. – Intubación endotraqueal e instauración de ventilación artifical
28. – Implantación de una vía venosa permanente
29. Recuperación anestésica:
30. – Pautas para una recuperación normal
31. – Reversión de la anestesia, utilización de antagonistas
32. Monitorización de:
33. – El plano anestésico. Respuesta refleja.
34. – La oxigenación, circulación y ventilación durante la anestesia.
35. – La temperatura.
36. Identificación de las principales complicaciones anestésicas y su tratamiento.
37. – Extrapolación de una especie a otra
38. – Adecuación de la profundidad anestésica a las necesidades de la cirugía
39. – Utilidad de anestesia inhalatoria

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ANALGESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

1. Analgesia: Definición y ventajas de su utilización
2. Reconocimiento y evaluación del dolor:
3. – Escalas de severidad (gravedad o intensidad de dolor)
4. – Signos clínicamente valorables: cambios en la actividad, aspecto, temperatura, ingesta, variables fisiológicas y vocalizaciones.
5. Técnicas de analgesia:
6. – Principales fármacos analgésicos
7. – Analgesia polimodal o multimodal
8. – Analgesia preventiva
9. – Analgesia local y regional

UNIDAD FORMATIVA 3. TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREPARACIÓN DE LA CIRUGÍA EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL

1. Planificación de la cirugía:
2. – Elección y disponibilidad de los animales
3. – Valoración preoperatoria del estado sanitario del animal
4. – Preparación del animal
5. – Comprobación de la disponibilidad de instalaciones quirúrgicas y pre- y post-operatorias
6. – Elección y preparación del instrumental quirúrgico, aparatos y accesorios
7. – Preparación del cirujano
8. Selección del material quirúrgico:
9. – Agujas quirúrgicas.
10. – Material de sutura. Sutura absorbible y no absorbible.
11. – Otros accesorios quirúrgicos.
12. Anatomía y fisiología general de órganos y sistemas de los animales de laboratorio.
13. – Datos anatómicos, fisiológicos y biológicos de los animales más utilizados en investigación

UNIDAD DIDÁCTICA 2. APLICACIÓN DE TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

1. Conocimiento de técnicas quirúrgicas básicas en experimentación animal:
2. – Corte de la piel y otros tejidos
3. – Control del sangrado y de la desecación de tejidos y órganos
4. – Técnicas y nudos de sutura
5. Aprendizaje de las técnicas quirúrgicas más comunes en la rata:
6. – Laparotomía
7. – Accesos a grandes vasos: vena yugular y arteria carótida
8. – Ovariohisterectomía
9. – Cesárea
10. – Castración: ovariectomía y orquiectomía
11. Procedimientos quirúrgicos de obtención de muestras biológicas.
12. – Extracción de tejidos sólidos y realización de una biopsia.
13. – Perfusión de tejidos y órganos.
14. Supervisión y cuidados postoperatorios:
15. – Cuidados de la herida
16. – Complicaciones quirúrgicas postoperatorias
17. Protocolos de supervisión y determinación de criterios de punto final postquirúrgico de los animales.
18. – Supervisión diaria de la herida, desinfección y empleo de antibióticos.
19. – Utilización de analgesia postoperatoria
20. – Aplicación diaria de escalas de severidad
21. – Determinación del punto final y eutanasia
22. MÓDULO 3. TÉCNICAS DE REPRODUCCIÓN EN ANIMALES UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

UNIDAD FORMATIVA 1. REPRODUCCIÓN Y CRÍA DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. REPRODUCCIÓN ANIMAL

1. Anatomía del aparato reproductor masculino:
2. – Esquema del aparato reproductor masculino en mamíferos
3. – Órganos, conductos y vías, vesículas y glándulas
4. Fisiología reproductiva masculina:
5. – Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
6. – Espermatogénesis, almacenamiento y maduración de los espermatozoides
7. Anatomía del aparato reproductor femenino:
8. – Esquema del aparato reproductor femenino en mamíferos
9. – Órganos y conductos
10. – Características anatómicas en las distintas especies de animales de experimentación
11. Fisiología reproductiva femenina:
12. – Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
13. – Oogénesis y ovulación
14. – Diferencias en la ovulación según la especie: espontánea o inducida
15. Características reproductoras de los principales animales de laboratorio
16. – Vida fértil y edad óptima de cruce
17. – Periodo de gestación
18. – Celo postparto
19. – Pseudogestación
20. – Efecto Witten (sincronización del celo)
21. – Efecto Bruce
22. Fisiología del celo, cubrición y gestación:
23. – Ciclo estral. Fases del ciclo
24. – Hembras poliestricas (anuales y estacionales), biestricas y monoestricas
25. – Cambios fisiológicos y comportamiento de las hembras durante el celo
26. – Influencia en la conducta sexual de los factores: Sociales, ambientales y fisiológicos
27. – Duración del celo y aspectos relacionados con la cubrición según especie animal
28. – Comprobación de la cópula: frotis vaginal o visualización del tapón vaginal
29. – Dónde y cómo se produce la fecundación. Formación del zigoto
30. – Fases de la gestación: huevo, embrión y feto

UNIDAD DIDÁCTICA 2. GESTIÓN DE COLONIAS DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

1. Poblaciones naturales y de laboratorio.
2. – Definición de poblaciones naturales y artificiales
3. – Elementos de genética de poblaciones. Selección de los progenitores
4. – Frecuencias génicas y genotípicas. Ley de Hardy-Weinberg
5. Cría de animales de experimentación.
6. – Sistemas de cruce: monogámico, poligámico y harén
7. – Ventajas e inconvenientes de los distintos sistemas de cruce
8. Protocolos de cruzamiento:
9. – Obtención de animales consanguíneos o Inbred: Programa de líneas paralelas o programa de línea simple
10. – Obtención de animales no consanguíneos u Outbred: Sistema Robertson y Sistema Rotativo o de Poiley
11. – Sistema al azar
12. – Programas de cría de registro y control informatizados de las colonias de animales
13. Destete de animales de las especies utilizadas con mayor frecuencia en investigación.
14. – Tamaño de la camada
15. – Sexado
16. – Edad y peso al destete
17. – Realización de los lotes
18. – Etiquetado
19. Cría de animales transgénicos.
20. – Elección de los progenitores, gestión informatizada, genotipado y crioconservación
21. Organismos modificados genéticamente (OMG).
22. – Legislación y normativa actualizada sobre la utilización de OMG
23. – Precauciones y medidas de contención de animales modificados genéticamente según la especie

UNIDAD DIDÁCTICA 3. GENÉTICA DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO

1. Estandarización genética.
2. – Calidad del animal de experimentación: Interacción genotipo-ambiente
3. – Causas que justifican el control de la pureza genética: Mutaciones espontáneas e interacción accidental con otra cepa
4. – Prevención del control de la pureza genética: congelación de embriones y aislamiento físico
5. Factores que afectan la composición genética de las poblaciones de laboratorio:
6. – Selección genética de los animales.
7. – Consanguinidad: concepto, aplicaciones, consecuencias en los animales.
8. – Deriva y variabilidad genética: Definición y consecuencias en la colonia.
9. Animales homocigóticos y heterocigóticos:
10. – Manifestación de un Knock-out en homocigosis
11. – Mantenimiento de líneas transgénicas en heterocigosis y genotipado para detección de homocigóticos
12. Categorías de animales de laboratorio en función de su constitución genética.
13. – Características de las líneas consanguíneas
14. – Líneas genéticamente estandarizadas: Líneas consanguíneas, Híbridos F1, coisogénicas, congénitas, consanguíneas recombinantes (RIS), congénitas recombinantes (RCS), consómicas y conplásticas. Líneas no consanguíneas
15. – Influencia de la genética sobre los resultados experimentales
16. – Aplicaciones específicas en investigación de las distintas categorías genéticas
17. Nomenclatura e identificación de animales. Reglas de nomenclatura internacional
18. – Nomenclatura de las líneas consanguíneas.
19. – Nomenclatura de las líneas coisogéncas y congénitas
20. – Nomenclatura de las líneas consanguíneas recombinantes
21. – Nomenclatura de las líneas cogénicas recombinantes
22. – Nomenclatura de los ratones knock-out
23. – Nomenclatura de los roedores no consanguíneos
24. Transgénesis y mutagénesis dirigida:
25. – Técnicas de obtención de animales transgénicos: Método de microinyección y Método del retrovirus
26. – Técnicas para generar mutaciones heredables en ratón
27. – Creación de ratones Knock-out
28. Genotipado y fenotipado.
29. – Detección de la alteración genética mediante reacción en cadena de polimerasa (PCR)
30. – Equipos para PCR: termocicladorres
31. – Identificación del individuo
32. – Bases de datos fenotípicas internacionales
33. – Métodos de control de la pureza genética de los animales de experimentación:
34. – Marcadores bioquímicos
35. – Marcadores Inmunológicos
36. – Análisis del color del pelaje
37. – Injertos de piel
38. – Caracteres reproductivos
39. – Marcadores de ADN. Fingerprinting de ADN. Análisis de microsatélites por PCR. Otras técnicas moleculares
40. Bases de datos y bancos de animales transgénicos. Gestión a través de programas informáticos
41. – Registro de información individualizada de: Construcción, línea, generación, genotipo, sexo, color, edad, identificación, caracterización fenotípica, progenitores (genealogías), investigación de destino y responsable

UNIDAD FORMATIVA 2. REPRODUCCIÓN ASISTIDA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. TÉCNICAS NO NATURALES DE REPRODUCCIÓN

1. Obtención de gametos y embriones:
2. – Lavado del epidídimo y los vasos deferentes y esperma eyaculado (lavaje de los cuernos uterinos)
3. – Lavado de oviducto y útero
4. – Conservación de espermatozoides, ovocitos y embriones
5. Técnicas de reproducción asistida:
6. – Ventajas e inconvenientes de la inseminación artificial y la fertilización in vitro
7. Técnicas de la Inseminación artificial:
8. – Inseminación por vía vaginal
9. – Inseminación por vía uterina
10. – Transferencia del esperma dentro del oviducto por procedimiento quirúrgico
11. Etapas de la Inseminación artificial:
12. – Elección de las hembras con elevado índice de fertilidad
13. – Protocolo de superovulación
14. – Sincronización del celo – Inseminación al comienzo del estro
15. – Cruce de hembras con machos vasectomizados – pseudogestación
16. Etapas y técnica de la fecundación in Vitro (FIV):
17. – Medios de cultivo de los gametos, incubación y fecundación
18. – Factores que influyen en la probabilidad de fecundación
19. – Selección y sistemas de control de embriones
20. – Transferencia de embriones: Implantación quirúrgica de los óvulos fecundados
21. Rederivación de embriones:
22. – Objetivo: Mejorar la calidad sanitaria de los animales
23. – Protocolo de rederivación: Superovulación, fertilización natural y transplante de los embriones a una hembra pseudopreñada

UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y CRIOPRESERVACIÓN DE GAMETOS Y EMBRIONES

1. Fundamentos de criobiología.
2. – Principios físicos: temperatura y cambios de estado
3. – Principios químicos: composición de los crioprotectores
4. – Principios biológicos: diferencias entre células, tejidos o especies
5. Equipos y medios de crioconservación.
6. – Equipos de congelación: baños de alcohol, tanques de nitrógeno, congeladores programables, pajuelas, etc.
7. – Dos enfoques para la criopreservación: la congelación controlada (lenta y rápida) y la vitrificación (congelación ultra-rápida)
8. – Medios (crioprotectores): elección y concentración del medio en función de la técnica
9. Objetivos y ventajas de la criopreservación de gametos y embriones:
10. – Prevención de la contaminación genética
11. – Limitación de la deriva genética por la variación en la frecuencia de los genes
12. – Mantenimiento de líneas transgénicas y mutantes a largo plazo
13. – Reducción de costes
14. – Control de las patologías asociadas al mantenimiento animales vivos
15. Ventajas e inconvenientes de la crioconservación de espermatozoides o embriones:
16. – Tiempo
17. – Coste
18. – Recursos materiales
19. Crioconservación de gametos y embriones.
20. – Congelación de esperma: crioprotectores, temperaturas y tiempos específicos
21. – Estrategias de congelación de oocitos: en estado inmaduro (en forma de vesícula germinal) y en estado maduro (después de la ovulación) bajo la forma de oocitos en metafase II, con mayor eficacia.
22. – Embriones: estadío-eficacia del sistema
23. – Sistemas de identificación, registro y mantenimiento de gametos y embriones criopreservados, bancos de embriones y gametos congelados
24. – Medidas preventivas y de protección durante el manejo de productos para la criopreservación.
25. – Control de calidad.
26. MÓDULO 4. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS DE ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. CULTIVOS DE CÉLULAS, TEJIDOS Y ÓRGANOS PROCEDENTES DE ANIMALES

1. Histología y fisiología celular básica.
2. – Concepto de morfología y fisiología
3. – Niveles de organización. Relación entre estructura y función
4. – Clasificación de los tejidos
5. Proliferación y diferenciación celular. Adhesión celular.
6. – Concepto de proliferación y diferenciación celular (especialización)
7. – Factores reguladores: Señales endógenas y exógenas
8. – Contacto directo célula-célula. Moléculas de adhesión
9. Tipos de células básicas y características tanto morfológicas como fisiológicas.
10. – Célula procariota: estructura y funciones básicas
11. – Célula eucariota: Organización, estructura y función de los diferentes orgánulos celulares, organización función del núcleo.
12. – Descripción de algunos tipos de células que se suelen utilizar en cultivos celulares: tumorales, epiteliales, Tejido conjuntivo, Tejido muscular, Tejido nervioso, Sangre, tejidos linfoides y Células madre.
13. Métodos alternativos al empleo de animales en investigación.
14. – Ventajas de los ensayos in vitro: Ética y legislación, Control del medio extracelular, Homogeneidad de la muestra, Disminución del gasto y tiempo, objetivables y cuantificables, precisión, reproducibilidad, etc.
15. – Limitaciones: Excesiva sensibilidad, Límite de producción, Inestabilidad, Validación del modelo, etc.
16. Obtención de células. Cultivos celulares primarios. Obtención de una línea celular.
17. – Sistemas para la obtención de células: Banco de células o aislamiento a partir de un tejido
18. – Métodos de aislamiento del tejido, disección/disgregación
19. – Requisitos especiales para el cultivo de células primarias
20. – Ventajas e inconvenientes de la utilización de células primarias.
21. – Conservación o mantenimiento células primarias. Requisitos especiales para el cultivo de células primarias.
22. Evolución de las líneas celulares y líneas celulares inmortalizadas. Desarrollo de líneas celulares continuas.
23. – Tipos de líneas celulares establecidas. Células en monocapa y células en suspensión. Células inmortalizadas y transformadas
24. – Preparación de las líneas.
25. – Control de los cultivos celulares (pH, sobrecrecimiento, estado del medio, contaminación, etc.)
26. – Recuento de células. Preparación de células en suspensión y de células adherentes. Uso del hemocitómetro.
27. – Subcultivos de células. Curva de crecimiento.
28. – Métodos para aumentar la producción.
29. – Ventajas y desventajas de la líneas celulares estables
30. Bases de datos y bancos de líneas celulares y material biológico:
31. – Qué es un banco de células
32. – Bancos internacionales más importantes: American Type Culture Collection (ATCC) y European Collection of Cell Cultures (ECACC), etc.
33. – Otros bancos de células: Banco Nacional de Líneas Celulares, etc.
34. Anatomía básica de órganos y tejidos empleados en investigación in vitro.
35. – Órganos y tejidos más comunes: hígado, corazón, riñón, páncreas, branquias, encéfalo, piel, sangre, etc
36. – Ingeniería de tejidos
37. Modelos con órganos y tejidos para procedimientos in vitro:
38. – Cultivo y baños de órganos
39. – Órganos perfundidos
40. – Explantes de órganos
41. – Órganos reconstituidos
42. – Ventajas e inconvenientes de los diversos tipos de modelos in vitro
43. Cultivos de órganos:
44. – Disección de órganos y tejidos para su extracción.
45. – Baños de tejidos y órganos. Equipamiento y medios de conservación.
46. – Obtención de explantes. Tamaño de la muestra, Perfusión de la muestra y equipamiento

UNIDAD DIDÁCTICA 2. MANIPULACIÓN DE CULTIVOS CELULARES Y CRIOPRESERVACIÓN

1. Equipos y material empleados en los cultivos de células y su mantenimiento:
2. – Cabinas de flujo laminar: tipos (vertical y horizontal) y nivel de protección (clase I, II y III)
3. – Incubadores: mantenimiento del nivel de CO2, temperatura y humedad
4. – Microscopios: Estándar e invertidos con ópticas de contraste de fases
5. – Frigoríficos, congeladores (de -20º y -80º C) y equipo de criogenia (unidad de almacenamiento en nitrógeno líquido (-196º C) de líneas celulares)
6. – Equipos de esterilización y filtración: autoclaves, esterilización por gas, por calor seco, sistema de filtración, purificación de agua, etc.
7. – Otros instrumentos: Balanzas, Baño termostático, centrífugas refrigeradas y no refrigeradas, Equipos de purificación de agua, Micropipetas de volumen variable o de volumen fijo, pHmetro, Pipeteadores automáticos
8. – Recipientes para cultivos: Placas de Petri, Multiplacas, Frascos de Roux de diferentes formas y tamaños o Especiales, como las «roller bottles» o con portaobjetos
9. Protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio.
10. – Inicio del trabajo en cabina: encendido y puesta a punto de la cabina, desinfección y recomendaciones para el trabajador.
11. – Durante la manipulación: distribución del material y utilización de la zona de trabajo, control del flujo y turbulencias de aire, actuación ante un vertido de material contaminado y alarmas.
12. – Al finalizar el trabajo: Limpieza, vaciado de material, apagado y cerrado de la cabina
13. – Mantenimiento: semanal (limpieza y desinfección de superficie y paredes, mensualmente (revisión de válvulas interiores) y anualmente se certificará por una entidad cualificada.
14. – Mesa de trabajo o poyata de laboratorio: orden, limpieza y desinfección
15. Protocolos de manejo de placas de cultivos.
16. – Apertura del material estéril dentro de la cabina
17. – Marcaje de las placas en la tapa y en un lateral de la base, de manera distinta para cada placa, para evitar intercambiar tapas.
18. – Toma del medio con la pipeta y transferencia a la placa entreabierta (no retirar la tapa)
19. – Tratamiento como residuo según riesgo biológico del cultivo
20. Áreas de un laboratorio de cultivo de tejidos.
21. – Área de preparación de medios: equipamiento
22. – Área de limpieza y esterilización: dimensiones mínimas, organización y equipamiento (máquinas de lavado de material y esterilizadores)
23. – Área de transferencia: cabina de flujo laminar/seguridad biológica y otros equipos
24. – Área de incubación o cámaras de crecimiento: control de iluminación, temperatura y humedad. Alarmas
25. Lavado, esterilización y preparación de materiales:
26. – Vidrio: pipetas, probetas, vasos, matraces y botellas de vidrio para preparación, almacenamiento y clasificación de medios y reactivos
27. – Plástico: Cultivos en placas y botellas, tubos de ensayo para diferentes técnicas y preparación de alícuotas de los reactivos
28. – Lavado, preparación y esterilización del material: área específica del laboratorio, con el método y desinfectantes adecuados
29. – Métodos de esterilización: Calor directo, flameado; Calor seco, Horno Pasteur y Calor Húmedo, Autoclave
30. Contaminaciones cruzadas y microbiológicas y su prevención.
31. – Principales contaminantes: microorganismos, otras líneas celulares del laboratorio y contaminación química
32. – Fuentes de la contaminación accidental: origen del cultivo tejido o células, proceso de manipulación del cultivo, empleo de reactivos biológicos contaminados, material contaminado y ambiente de trabajo
33. – Prevención para evitar contaminaciones: obtener siempre los cultivos de centros reconocidos que certifiquen el origen; trabajar bajo unas correctas normas de trabajo, limpieza y esterilidad, utilización de Inhibidores del crecimiento de los contaminantes (antibióticos y antifúngicos), etc.
34. Características y naturaleza del sustrato en cultivos celulares.
35. – Tipos de sustratos
36. – Factores de adhesión celular
37. – Interacciones células-substrato: Medios semisólidos: matrices.
38. – Métodos de disgregación celular: mecánicos, químicos y enzimáticos
39. Medios y reactivos de cultivo celular. Características principales, preparación y renovación.
40. – Características de los medios de cultivo celular: composición, osmoralidad, viscosidad, tensión superficial, especificidad, pH, capacidad tamponadora, esterilidad, etc.
41. – Componentes y suplementos: Agua, sales, glucosa, aminoácidos y vitaminas. Suero, factores de crecimiento y otros suplementos específicos. Indicador de pH. Pautas par el suplemento con antibioticos
42. – Tipos de medios. Medios libres de suero.
43. – Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
44. – Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración) o esterilizados en autoclave
45. – Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
46. – Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración), concentrados o esterilizables en autoclave
47. Factores de crecimiento y supervivencia de células en cultivo.
48. – Hormonas y factores de crecimiento
49. – Suero. tipos; suero de ternera (CF), suero bovino fetal (FCS) el suero de caballo (HS) y suero humano (HuS). Sustitutivos del suero
50. – Factores que afectan a la supervivencia de las células en un cultivo
51. Técnicas de mantenimiento de células en cultivo. Criopreservación de líneas celulares y métodos de identificación. Productos de criopreservación celular.
52. – Proceso de almacenamiento por congelación con agentes crioconservantes (glicerol, DMSO,…).
53. – Disminución progresiva de temperaturas hasta utilizar depósitos con nitrógeno líquido. Sistemas automáticos para la reducción progresiva y controlada de la temperatura.
54. – Factores que se favorecen con la criopreservación
55. – Identificación: Datos mínimos de indentificación de cada vial
56. – Procedimiento de descongelación
57. Empleo de cultivos celulares con fines experimentales. Detección de actividad metabólica y toxicológica.
58. – Aplicaciones: estudio de las propias células, clonación, el cáncer, biología del desarrollo, investigación en biología celular y bioquímica, en farmacología y toxicología, obtención de anticuerpos u hormonas, técnicas diagnósticas, etc.
59. – Ventajas de la utilización de cultivos celulares en el campo de la toxicidad
60. – Limitaciones de los ensayos in Vitro para estudios de toxicidad
61. – Ensayos utilizados en pruebas de citotoxicidad: Pruebas citológicas: observación al microscopio, Pruebas bioquímicas. Pruebas de viabilidad (de respuesta inmediata o de corto plazo y de respuesta a largo plazo o de supervivencia)
62. – Células asesinas
63. – Requisitos de las pruebas de citotoxicidad
64. – Preparación de las células efectoras y diana
65. – Prueba de citotoxicidad
66. – Resultados e interpretación

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES

1. Experimentos con cultivos de tejidos de origen animal mediante su exposición a sustancias o elementos terapéuticos o tóxicos.
2. – Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos con tejidos y órganos diana. Aplicaciones
3. – Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos de células (primarias o líneas establecidas). Aplicaciones
4. Técnicas de valoración del crecimiento y la viabilidad celular.
5. – Rojo neutro
6. – Prueba MTT
7. – Liberación al medio de la láctico deshidrogenasa (LDH)
8. – Ensayos de fluorescencia
9. – Toxicidad relativa: (concentración efectiva en el 50 % de las células)
10. Recolección de células y sus productos.
11. – Recolección de las células de los cultivos: centrifugación continua o filtración y extracción en régimen continuo
12. – Sistemas cromatográficos para el aislamiento y purificación de las toxinas. Equipos relacionados
13. Prevención de riesgos laborales en la manipulación de órganos, tejidos y células.
14. – Principales riesgos biológicos
15. – Evaluación de riesgos: Propiedades intrínsecas del cultivo celular, como resultado de la modificación genética, como resultado de una infección con agentes patógenos. Condiciones de trabajo
16. – Normas de trabajo en los laboratorios de cultivos celulares

UNIDAD DIDÁCTICA 4. INSTRUMENTACIÓN Y MÉTODOS DE REGISTRO DE SEÑALES A PARTIR DE ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES

1. Procesamiento de señales:
2. – Esquema general: transductor, amplificador y sistema de registro
3. – Equipos de espectroscopia de Bioimpedancia eléctrica
4. – Equipos de medida de la biomasa
5. Transductores: de fuerza, de presión, de temperatura.
6. Electrodos para biopotenciales y bioquímicos.
7. Ruidos en la salida de datos y métodos de filtrado.
8. Programas informáticos de recogida de datos.
9. MÓDULO 5. ANÁLISIS DE LABORATORIO EN MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANIPULACIÓN, PROCESAMIENTO, CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

1. Materiales y equipos básicos del laboratorio de análisis clínicos.
2. – Generales: agitadores, homogeneizadores, centrífugas, balanzas, pipetas, dispensadores, baños termostáticos, incubadoras, autoclaves, estufa, pHmetros, entre otros
3. – Análisis químicos: cromatógrafos, espectrómetros, HPLC
4. – Análisis bioquímicos: analizadores automatizados, espectrofotómetros
5. – Análisis hemáticos: hemocitómetros, lupas, coagulómetros, tromboelastógrafos,
6. – Análisis microbiológicos: cabinas de cultivos, incubadoras, estufas
7. – Organización general de un laboratorio y de sus secciones
8. Reactivos de laboratorio.
9. – Disolventes
10. – Anticoagulantes
11. – Tampones
12. – Fijadores
13. – Alcoholes
14. – Tinciones
15. Material de protección, seguridad y contenedores para eliminación de residuos.
16. – Equipos de protección individual y colectivos (EPIs, cabinas, SAS, presión diferencial)
17. – Protocolos de actuación. Normativa específica relativa a la gestión de residuos biosanitarios.
18. – Tipos de contenedores.
19. – Eliminación selectiva de residuos.
20. Operaciones básicas de laboratorio.
21. – Preparación de disoluciones y diluciones.
22. – Resolución de problemas.
23. – Centrifugación de muestras.
24. Tipos de muestras: sangre, orina, LCR, semen, exudados u otros.
25. – Métodos de obtención.
26. – Métodos de conservación.
27. – Métodos de procesado.
28. Parámetros comunes analizables en las muestras biológicas.
29. – Óptico (macros y microscópico)
30. – Químicos
31. – Bioquímico y hematológico
32. Procesamiento de muestras en función de las mismas.
33. – Según el origen y objetivo
34. – Fraccionamiento
35. – Conservación
36. Análisis cuantitativo y cualitativo.
37. – Analizadores
38. – Técnicas cuantitativas
39. – Técnicas cualitativas
40. Determinación analítica. Batería de pruebas.
41. – Disolventes
42. – Anticoagulantes
43. – Tampones
44. – Fijadores, alcoholes
45. – Tinciones
46. Errores de manipulación.
47. – Físicos
48. – Químicos
49. – Humanos
50. – Biológicos

UNIDAD DIDÁCTICA 2. ESTUDIO DE MUESTRAS ANIMALES DE SANGRE, ORINA, HECES Y OTROS FLUIDOS CORPORALES

1. Estudio de la sangre.
2. – Características generales de la sangre.
3. – Elementos formes, plasma y suero. Morfología de los elementos celulares de la sangre. Órganos y tejidos hematopoyéticos.
4. – Factores que condicionan la muestra
5. – Hematopoyesis. Características del plasma. Proteínas plasmáticas.
6. – Hemostasia y coagulación.
7. – Recomendaciones preanalíticas en el manejo de sangre
8. – Obtención de muestras de sangre para estudio: citológico, de coagulación, parasitológico, bioquímico, inmunológico y microbiológico
9. – Parámetros analizables a partir de una muestra sanguínea
10. – Principios de fisiopatología de la sangre
11. Estudio de la orina.
12. – Características generales de la orina.
13. – Obtención de una muestra de orina para: estudio rutinario, cuantificación de sustancias o elementos formes y microbiológico
14. – Fisiopatología de la orina. Análisis de rutina de la orina.
15. – Estudio del sedimento urinario. Otras determinaciones analíticas en orina.
16. – Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
17. Estudio de las heces.
18. – Características generales de las heces.
19. – Obtención de una muestra de heces para: detección de sangre oculta, sustancias o elementos formes, análisis microbiológico y parasicológico
20. – Análisis de muestras fecales. Fisiopatología de las heces.
21. – Determinaciones de laboratorio en el estudio de las muestras fecales.
22. – Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
23. Estudio de otros fluidos corporales:
24. – Métodos de obtención y manejo de muestras de: semen, saliva, mucosas, exudados y otros líquidos orgánicos (líquido cefalorraquídeo, peritoneal, pleural, articular, etc.).

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCESAMIENTO DE MUESTRAS ANIMALES PARA SU ESTUDIO ANATOMO-PATOLÓGICO

1. Tipos de muestras para el estudio anatomo-patológico.
2. – Frescas, conservadas,…
3. – Procesado, tinción, conservación
4. Métodos y técnicas para la obtención de las muestras.
5. – Punción Aspiración con Aguja Fina (PAAF).
6. – Biopsia
7. – Asepsia
8. Procesamiento de muestras para estudio histológico. Instrumentos y materiales utilizados.
9. – Automatizado o manual (corte, deshidratación, inclusión, fijación)
10. – Equipos (micrótomos, baños, microscopios…)
11. Procesamiento de muestras para estudio citológico. Instrumentos y materiales utilizados.
12. – Deshidratación (química, térmica,…)
13. – Fijación (química, térmica, …)
14. – Tinción

UNIDAD DIDÁCTICA 4. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES EN EL LABORATORIO DE ANÁLISIS DE MUESTRAS ANIMALES

1. Factores de riesgo en el manejo de muestras biológicas.
2. – Biológicos
3. – Físicos
4. – Químicos
5. Legislación sobre prevención de riesgos laborales y sobre gestión de residuos.
6. – Legislación y normativa actualizada sobre clasificación, envasado y etiquetado de preparados peligrosos
7. – Legislación y normativa actualizada sobre la declaración de sustancias nuevas y clasificación, envasado y etiquetado de sustancias peligrosas
8. – Legislación y normativa actualizada sobre el Reglamento de almacenamiento de productos químicos y sus instrucciones técnicas complementarias
9. Medios de protección personal en el laboratorio y medidas de higiene.
10. – Medidas generales relativas al local
11. – Precauciones durante el desarrollo del trabajo
12. – Reglas de higiene personal
13. – Revisiones médicas del personal
14. MÓDULO 6. ANÁLISIS DE BIOLOGÍA MOLECULAR EN MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD FORMATIVA 1. TÉCNICAS DE SEPARACIÓN DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. OBTENCIÓN, MANIPULACIÓN Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS

1. Tipos de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
2. – Extracción de ADN (a partir de sangre, tejidos o células en cultivo, células bucales,…)
3. – Extracción de ARN (mediante tiocianato de guanidina, urea-cloruro de lítio, purificación de poli(A)-ARN,
4. Determinación analítica. Perfil analítico. Cartera de servicios.
5. – Determinación de ácidos nucleicos
6. – Separación analítica y preparativa del ADN (electroforesis analítica, geles de agarosa, …)
7. Errores más comunes en la manipulación de las muestras.
8. – Identificación y etiquetado de las muestras
9. – Contaminación (por RNAsas, DNA,…)
10. – Degradación enzimática
11. Características generales de la obtención y procesamiento de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
12. – Obtención de ADN y ARN a partir de tejidos líquidos (anticoagular)
13. – Inhibidores RNAsas
14. Prevención de riesgos en la obtención, manipulación y procesamiento de muestras biológicas.
15. – Recepción o toma de muestras. Medidas preventivas
16. – Precauciones generales relativas al laboratorio
17. – Precauciones durante el desarrollo del trabajo
18. – Reglas de higiene personal

UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS

1. Etiquetado e identificación de las muestras.
2. Sistemas y formatos de archivos. Sistemas de almacenamiento.
3. Equipos de almacenamiento (-20ºC, – 80º C)
4. Transporte de muestras (ADN: descongeladas, tubos estabilizadores ARN, tiempo de transporte recomendado 72 horas. ARN, congelado mediante agentes crioprotectores y con inhibidores de ARNAsas).
5. Prevención de riesgos en la conservación y transporte de muestras biológicas.
6. – Precauciones durante el desarrollo del trabajo
7. – Reglas de higiene personal
8. – Almacenamiento de muestras biológicas. Zonas de acceso restringido. Contenedores específicos. Manejo con EPIs
9. – Transporte de material biológico. Sistema básico de embalaje. Identificación

UNIDAD DIDÁCTICA 3. BIOLOGÍA MOLECULAR: ADN, ARN Y PROTEÍNAS

1. Composición molecular, estructura y función de los ácidos nucleicos.
2. – Composición química y estructura de los ácidos nucleicos: Nucleótidos de importancia biológica y Factores que estabilizan la doble hélice
3. – Funciones de los ácidos nucleicos
4. Descripción de las enzimas asociadas a los ácidos nucleicos.
5. – Endonucleasas (Tipo 1 y 2)
6. – Polimerasas
7. – Ligasas
8. – Nucleasas
9. – Fosfatasas
10. – Quinasas
11. – ARNasas
12. Replicación del ADN.
13. – Modo semiconservativo
14. – Horqueta de replicación
15. – Enzimas que intervienen en el proceso
16. – Molécula accesoria: Iniciador
17. Transcripción del ADN y su control.
18. – Proceso: Cadena molde o antisentido. ARNm o transcripto primario. Enzima que dirige: polimerasa de ARN
19. – Modificaciones postranscripcionales.
20. Mecanismos de reparación del ADN.
21. – Agentes genotóxicos y mecanismos de reparación del DNA
22. – Reparación de dímeros de pirimidinas mediante fotoreactivación
23. – Remoción de grupos metilo
24. – Bases mal apareadas
25. – Metilación del DNA
26. – Reparación del DNA durante o después de su replicación
27. – Reparación de cortes en ambas cadenas del DNA
28. – Sistemas De reparación de DNA: NER (Nucleotide Excision Repair)
29. – Mecanismos de reparación de DNA: BER (Base escisión Repair)
30. Mutaciones del ADN, alteraciones en las proteínas que sintetizan y enfermedades asociadas.
31. – Alteraciones que puede sufrir el ADN: Mismatch (mal apareamiento), Desaminación, Pérdida de bases, Unión covalente entre bases de la misma cadena, Unión de grupos alquilo, Ruptura de simple cadena (nick) y Ruptura de doble cadena
32. – Alteraciones en las proteínas que se sintetizan y enfermedades asociadas. Desnaturalización
33. Estructura y función de las proteínas.
34. – Aminoácidos y neurotransmisores
35. – Enlaces peptídicos, oligopeptidos y polipeptidos
36. – Estructura primaria, secundaria , terciaría y cuaternaria
37. – Funciones de las proteínas: estructural, reguladora, de transporte, de reserva, enzimática, mensajera y de receptores químicos
38. Transcripción y traducción.
39. – Moléculas implicadas en la transcripción y traducción de las proteínas
40. – Fases de la transcripción de las proteínas
41. – Fases de la traducción de las proteínas
42. – Regulación de la transcripción y traducción
43. Síntesis y modificación de las proteínas.
44. – Moléculas implicadas en la síntesis y traducción de las proteínas
45. – Fases de la síntesis de las proteínas
46. – Fases de la modificación de las proteínas
47. – Regulación de la síntesis y modificación de las proteínas
48. Alteraciones conformacionales de las proteínas.
49. – Serpinopatías
50. – Proteínas priónicas
51. – Neuroserpinas
52. – Hemoglobina
53. – Repeticiones de glutamato
54. – Proteína Tau
55. – Inmunoglobulinas cadenas ligeras
56. – Proteína CFRT Péptido B-amiloide
57. – Superóxido dismutasa
58. – B2 microglobulina

UNIDAD DIDÁCTICA 4. METODOLOGÍA APLICADA A LA SEPARACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE PROTEÍNAS

1. Electroforesis.
2. – Tipos de electroforesis: unidimensionales, bidimensionales y técnicas relacionadas.
3. – Separación electroforética de las proteínas séricas. Patrones de normalidad y de alteración
4. – Características del material y de los reactivos. Averías o disfunciones
5. Técnicas cromatográficas.
6. – Características de los equipos. Condiciones de uso y mantenimiento
7. – Calibración. Averías o disfunciones
8. – Características del material y de los reactivos
9. Técnicas de inmunodetección.
10. – Inmunocitoquímica
11. – Western blot
12. – Inmunoprecipitación
13. – Co-inmunoprecipitación
14. – Pull-down
15. – TUNEL
16. Espectrometría de masas.
17. – Fundamento y aplicaciones.
18. – Características de los equipos.
19. – Condiciones de uso y mantenimiento. Calibración. Averías o disfunciones.
20. – Características del material y de los reactivos.
21. Tecnología de microarrays y chips de proteínas.
22. – Microarrays de ADN: Diseño de un microarrays de ADN. Tipos
23. – Microarrays de Proteínas: Diseño de un microarrays de proteínas. Tipos
24. – Microarrays de Carbohidratos: Diseño de microarrays de carbohidratos. Aplicaciones
25. – Microarrays de Células
26. – Microarrays de Tejidos
27. – Perspectivas de mercado de los microarrays y biochips en el área de salud humana
28. Bioinformática. Bases de datos de proteómica.
29. – Genómica funcional
30. – Relación entre la biología y la informática
31. – Biochips
32. – Bioinformática
33. – Bibliografía

UNIDAD FORMATIVA 2. ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. METODOLOGÍA APLICADA AL ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

1. Extracción. Purificación y análisis espectroscópico y electroforético de ácidos nucleicos.
2. – Material y métodos
3. Amplificación de ADN mediante PCR y variantes.
4. – El ADN
5. – Los enzimas
6. – Los nucleótidos
7. – Los cebadores
8. – Limitaciones y problemas de la PCR (tamaño secuencias limitado, PCR previa, contaminación, inespecifidad de cebadores,…)
9. Electroforesis y técnicas relacionadas.
10. – Factores que afectan a la movilidad del ADN en el gel (masa molecular, voltaje, composición de las bases, temperatura, solución amortiguadora,…)
11. – Tipos de electroforesis: PFGE (Pulsed Field Gel Electroforesis), OFAGE (Orthogonal Field Alternative Gel), FIGF (Field Inversion Gel Electroforesis), CHEF (Contour Clamped Homogeneus Electric Field), Electroforesis preparative.
12. – Aplicaciones: Análisis comparativos de patrones de restricción cromosómicos, construcción de mapas cromosómicos, topología y tamaño de cromosomas, análisis de elementos extracromosómicos
13. Hibridación de ácidos nucleicos.
14. – Factores que influyen en la hibridación.
15. – Composición de las bases.
16. – Concentración de ADN/ARN y tiempos Cot y Rot
17. – Concentración y tamaño de la sonda
18. – Concentración ADN diana
19. – Desnaturalización del ADN diana y fijación a un soporte.
20. – Marcaje de una sonda monocadena
21. – Hibridación: mezcla y renaturalización
22. – Detección de los híbridos
23. – Medio de reacción
24. – Polímeros inertes
25. – Tiempos de hibridación y mecanismos de detección.
26. – Tipos de hibridación (soporte sólido, en fase líquida, in situ, in situ sobre cromosomas, in situ de bacterias para clonaje).
27. Análisis de fragmentos de ADN.
28. – Método Southerm
29. – Métodos de transferencia (por capilaridad, por vacío, electroforético)
30. – Aplicaciones del Método Southerm
31. – Mapas de restricción
32. – Detección de polimorfismos (RFLP, VNTR, STR) y deleciones.
33. Secuenciación.
34. – Secuenciación química, método de Maxam y Gilbert
35. – Secuenciación enzimática, método de Sanger o de los dideoxinucleótidos.
36. – Tipos de secuenciaciones enzimáticas (Cíclica, múltiple, automática, quimioluminiscente)
37. Tecnología de microarrays y chips de ácidos nucléicos.
38. – Utilidad: analizar el genoma completo de un organismo
39. – Fundamento: hibridación con sondas
40. – Soporte: placas microtitulación o membranas de blotting
41. – Fabricación: pueden ser creados en el laboratorio o usando robótica : Macroarray: señales > 300 micras y Microarray: pocillos < 200 micras
42. Aplicaciones: identificación de secuencias (genes, Mutaciones), determinación del nivel de expresión génica, descubrimiento de genes, diagnóstico de enfermedades, Farmacogenómica: desarrollo de Fármacos y Toxicogenómica: investigación Toxicológica
43. Bioinformática. Bases de datos de genómica.
44. – Introducción a la Bioinformática
45. – Consulta de Bases de datos en biología molecular
46. – Alineamiento de secuencias
47. – Predicción de genes
48. – Introducción a los microarrays de DNA

UNIDAD DIDÁCTICA 2. PRINCIPIOS GENERALES DE ENFERMEDADES DE BASE GENÉTICA

1. Genoma: células, cromosomas y genes.
2. – Definición de genoma, gen y cromosoma
3. – Organización, estabilización y localización del genoma
4. Estructura y función de los genes y cromosomas.
5. – Estructura del ADN
6. – Estructura del ARN
7. – El código genético
8. – Secuencias codificantes versus no codificantes
9. Bases cromosómicas de la enfermedad.
10. – Citogenética. El cariotipo normal en los roedores de laboratorio
11. – Anomalías del número de cromosomas (Heteroploidías)
12. – Anomalías de la estructura de los cromosomas
13. Herencia y enfermedad: enfermedades monogénicas, patrones de herencia, enfermedades poligénicas. Susceptibilidad genética.
14. – Genético
15. – Congénito
16. – Hereditario
17. Genética de las enfermedades comunes.
18. – Modelos provenientes de mutaciones espontáneas o inducidas
19. – Modelos generados por transgénesis
20. – Modelos generados in Vitro por manipulación de células ES
21. – Modelos generados por transgénesis condicional
22. Genética de la reproducción y del diagnóstico prenatal.
23. – Modelos animales del desarrollo embrionario
24. – Diagnóstico prenatal rápido de aberraciones cromosómicas por PCR
25. – Diagnóstico citogenético
26. – Diagnóstico prenatal de enfermedades hereditarias
27. Diagnóstico en medicina legal y forense.
28. – VNTR
29. – STR
30. Modelos animales de enfermedad de base genética.
31. – Modelos murinos de enfermedades hereditarias simples (mendelianas): Desórdenes de la visión, de la audición, neurológicos y neuromusculares. Enfermedades de los huesos y cartílagos, de la piel y el pelo, hematológicas, inmunodeficiencias y metabólicas
32. – Modelos murinos de enfermedades hereditarias complejas (multigénicas): Cáncer, obesidad, diabetes, etc.
33. MÓDULO 7. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES ASOCIADOS L MANEJO DE ANIMALES Y PRODUCTOS TÓXICOS Y PELIGROSOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS A LA MANIPULACIÓN DE ANIMALES.

1. Identificación de riesgos asociados a manipulación de animales.
2. Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de animales.
3. Utilización de sistemas de barrera para prevenir la huida de animales de la instalación.
4. Aplicación de técnicas de captura de animales huidos.
5. Utilización de instrumentos y mecanismos de captura de animales a distancia: características y funcionamiento.
6. Identificación de riesgos asociados a transmisión de enfermedades de animales, zoonosis: definición, clasificación, etiopatogenia y factores de riesgo.
7. Utilización de medidas preventivas y profilácticas de zoonosis.
8. Prevención de alergias en los trabajadores de una instalación de animales: definición. Factores de riesgo y predisponentes de las alergias.
9. Utilización de las medidas preventivas.
10. Aplicación de procedimientos normalizados de trabajo asociados a riesgos biológicos.

UNIDAD DIDÁCTICA 2. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS AL USO DE PRODUCTOS, INSTRUMENTOS Y EQUIPOS.

1. Identificación de riesgos asociados a productos, instrumentos y equipos utilizados.
2. Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de productos, instrumentos y equipos.
3. Reconocimiento e identificación de los productos peligrosos utilizados en instalaciones de animales.
4. Almacenaje de productos peligrosos. Sistemas de recogida y tratamiento de residuos peligrosos.
5. Actuaciones a seguir en vertidos, derrames y escapes de productos tóxicos y peligrosos.
6. Reconocimiento del etiquetado de productos tóxicos y peligrosos.
7. Utilización de quipos de lucha contra incendios.
8. Utilización de equipos de protección individual: caracterización y tipos.
9. Seguimiento de los manuales de uso de productos, instrumentos y equipos.
10. Conocimiento de las rutas de evacuación en caso de emergencia.
11. Reconocimiento de pictogramas de seguridad.
12. Reconocimiento de la señalización de situaciones de alarma.
13. Manejo de documentos de seguridad para situaciones de emergencia: medios y mecanismos de actuación.

UNIDAD DIDÁCTICA 3. PRIMEROS AUXILIOS EN SITUACIONES DE EMERGENCIA.

1. Aplicación de los fundamentos de primeros auxilios.
2. Actuación frente a tipos de heridas y riesgos asociados a las mismas.
3. Actuaciones frente a reacciones alérgicas.
4. Actuaciones frente a ataques de animales.